zona3
zona5-zona6

Come si scopre un ciclo biochimico? L’esempio di Krebs, dall’intuizione ai dettagli delle reazioni

Print Friendly, PDF & Email

di Domenico Cavallero

INTRODUZIONE

Hans Adolf Krebs (1900 – 1981)

Fig. 1 – Hans Adolf Krebs (1900 – 1981)

Hans Adolf Krebs, biochimico inglese di origine tedesca , nacque a Hildesheim in Germania nel 1900 da Alma e Georg Krebs (chirurgo otorinolaringoiatra) (Figura 1).  Dapprima frequentò le scuole della sua città, in seguito studiò  medicina  presso diversi atenei (Università di Gottinga, Friburgo e Berlino)  dal 1918  al  1923. Nel 1925 conseguì la laurea presso l’Università di Amburgo , poi fece ritorno a Berlino per un anno dove si specializzò in chimica e dal 1926 al 1930 divenne assistente del biochimico Otto Heinrich Warburg ( premio Nobel per la Medicina nel 1931 per le sue ricerche sugli enzimi respiratori) al Kaiser Wilhelm Institut für Biologie di Berlino-Dahlem.

Nel 1930 si dedicò all’attività di medico ma nel 1933 in seguito alle discriminazioni razziali in Germania in quanto ebreo per parte di madre, gli fu vietato di praticare la medicina e per questo motivo dovette emigrare in  Inghilterra a Cambridge dove lavorò presso il Dipartimento di Biochimica alle dipendenze di Sir Frederick Gowland Hopkins (1861 – 1947) e poi a Sheffield dove insegnò farmacologia e biochimica.  Nel 1954 ottenne la cattedra di biochimica all’Università di Oxford (Figura 2).
I suoi studi furono dedicati alla comprensione di numerose reazioni metaboliche cioè di quei processi del metabolismo con cui le cellule viventi trasformano energia.  Nel 1932 fece delle ricerche principalmente su vari aspetti del metabolismo intermedio come la sintesi dell’urea nel fegato dei mammiferi, la sintesi di acido urico e basi puriniche nei volatili, le fasi intermedie di ossidazione di prodotti alimentari, il meccanismo di trasporto attivo di elettroliti e le relazioni tra respirazione cellulare e la formazione di adenosina trifosfato o ATP .
Nel 1937 dimostrò l’esistenza di un complesso ciclo di trasformazioni biochimiche a cui va incontro, all’interno dei mitocondrî, l’acido piruvico prodotto nel citoplasma durante la glicolisi.

Hans Adolf Krebs nel suo laboratorio a Oxford

Fig. 2 – Hans Adolf Krebs nel suo laboratorio a Oxford

Questo insieme di reazioni che coinvolgono elementi chiave delle catene dei processi chimici che presiedono al metabolismo viene chiamato oggi ciclo di Krebs   o ciclo degli acidi tricarbossilici  o ancora ciclo dell’acido citrico – responsabile della degradazione dei carboidrati, dei grassi e delle proteine in CO2 e H2O con la formazione di energia chimica.  L’importanza fondamentale di questo ciclo nel metabolismo energetico cellulare consiste infatti nel fornire gli equivalenti riducenti necessarî per la sintesi di ATP attraverso la fosforilazione ossidativa.
Per questa sua scoperta egli ricevette nel 1953 insieme al biochimico tedesco Fritz Albert Lipmann (scoperta del Coenzima A come intermediario del metabolismo) il premio Nobel  per la Medicina.  Nel discorso di accettazione del Nobel Hans Adolf Krebs ricordò Otto Heinrich Warburg come suo ispiratore e maestro.

Tra le sue numerose pubblicazioni da menzionare in particolare è quella del 1957, in collaborazione con H. L. Kornberg sulle trasformazioni energetiche negli esseri viventi .  Nel 1954 ricevette la “Royal Medal” della Royal Society, e nel 1958 la Medaglia d’Oro della Società olandese per la Fisica, Medicina e Chirurgia . Venne anche nominato cavaliere nel 1958.  Conseguì inoltre le lauree honoris causa dalle Università di Chicago, Freiburg-im-Breisgau, Parigi, Glasgow, Londra, Sheffield, Leicester, Berlino (Humboldt University), e Gerusalemme.  Nel 1938 sposò Margaret Cicely Fieldhouse, di Wickersley, Yorkshire, da cui ebbe  due figli maschi , Paolo e Giovanni, e una figlia femmina, Elena.
Hans Adolf Krebs viene oggi considerato uno principali biologi che maggiormente hanno marcato il progresso di conoscenze sui processi delle cellule viventi.
Un interessante aneddoto sulla sua vita è stato quello relativo alla pubblicazione del suo lavoro fondamentale del 1937.  La pubblicazione venne addirittura rifiutata dalla nota rivista Nature che ricevuto l’articolo in cui Krebs descriveva il ciclo metabolico della biochimica delle cellule lo respinse – peraltro senza motivazione.

Lettera dell'Editore di Nature in risposta all'articolo di Krebs

Lettera dell’Editore di Nature in risposta all’articolo di Krebs

Vengono riportate di seguito le motivazioni del rifiuto dell’articolo di H.A. Krebs contenente il resoconto della caratterizzazione del suo ciclo da parte dell’ editore della Rivista Scientifica “Nature” (1) : l’editore  fa i suoi complimenti al Dr. H. A. Krebs e si rammarica perché, avendo già testi a sufficienza per riempire le colonne di Nature per sette o otto settimane, non è al momento in grado di accettare alcun manoscritto per l’eccessivo ritardo con cui verrebbe pubblicato. Se per il Dr. Krebs tale ritardo non rappresenta un problema, l’editore è pronto a conservare il testo fino al termine di tale congestionamento, nella speranza di poterlo utilizzare. In ogni caso lo riconsegna, qualora il Dr. Krebs preferisca proporre la pubblicazione ad un altro periodico.  Tale lavoro venne pubblicato invece senza esitazioni dalla meno blasonata rivista Enzymologia (2) due mesi dopo il rifiuto di Nature. H.A. Krebs conservò e mostrò più volte la lettera di rifiuto della rivista, che utilizzò in molti suoi discorsi per incoraggiare i giovani scienziati. Egli morì ad Oxford nel 1981.

 

LA SCOPERTA DEL CICLO  …”DI KREBS”

Come tutte le grandi scoperte, anche quella del ciclo di Krebs non nasce dal nulla ma da una solida tradizione di indagini biochimiche; e non nasce matura ma in una forma ancora incompleta e suscettibile di perfezionamenti e chiarimenti.
La pubblicazione ritenuta in genere fondamentale porta il titolo “The role of citric acid in intermediate metabolism in animal tissues” di H.A. Krebs e W.A. Johnson.  Il manoscritto, rifiutato da Nature, apparve nel 1937 sulla rivista Enzymologia di Amsterdam (vol. 4, pp. 148-156).  Oggi, questa rivista e’ diventata Cellular and Molecular Biochemistry (edita da Springer).     
Nell’ Introduzione e nella Discussione gli autori Krebs e Johnson riportarono un breve elenco degli intermedi noti della degradazione ossidativa del glucosio: gli acidi succinico, fumarico e ossalacetico scoperti da Szent-Gyorgyi, l’acido isocitrico da Wagner Jauregg e Rauen, il cis-aconitico, l’alfa- chetoglutarico, il malico: quasi tutti gli intermedi erano gia’ stati identificati ma l’ordine della loro apparizione e comparsa ed il loro ruolo erano ancora oscuri. 
Il lavoro di Krebs e Johnson è stato particolarmente notevole per l’ingegnosita’ dei loro esperimenti e per l’abilita’ della loro interpretazione.  Il primo risultato che gli autori avevano riferito era che il citrato aveva un effetto catalitico sulla respirazione del muscolo striato: l’aggiunta di citrato al tessuto fresco triturato causava un aumento del consumo di ossigeno superiore a quello necessario ad ossidare il citrato aggiunto. Questo risultato venne riassunto nella prima tabella che era stata concepita in questo modo:

effetto del citrato sulla respirazione di muscolo triturato

L’aumento di consumo di ossigeno (893 microlitri dopo 150 min.) e’ pari a circa il triplo dell’ossigeno necessario ad ossidare il citrato aggiunto (302 microlitri).  Krebs e Johnson osservarono che l’aumento del consumo di ossigeno causato dal citrato era ancora maggiore in presenza degli altri substrati quali glucosio o glicogeno o glicerofosfato, e che un effetto catalitico simile era esercitato da fumarato, ossaloacetato e succinato.  Le conclusioni che gli autori trassero da questi dati furono tre:

1) la sostanza ossidata nel muscolo derivava da un glicide, probabilmente un trioso);

2) un metabolita che poteva essere prodotto a partire da uno qualsiasi tra citrato, fumarato, ossaloacetato e succinato era richiesto come catalizzatore;

3) il citrato doveva essere costantemente consumato e rigenerato, e l’obbiettivo successivo era quello di chiarire le reazioni nelle quali questo avveniva.

Per individuare i metaboliti del citrato, Krebs e Johnson ebbero a disposizione alcuni inibitori, e dimostrarono che in presenza di arsenito la respirazione era inibita e si accumulava acido alfa-chetoglutarico; questo confermava un risultato precedente ottenuto da Martius e Knoop.  La resa dell’alfa-chetoglutarato (misurato mediante conversione in succinato) era circa il 90% rispetto al citrato (misurato colorimetricamente).  Il malonato era un altro inibitore della respirazione e Krebs e Johnson dimostrarono che questa sostanza causava accumulo di acido succinico (misurato col metodo manometrico di Szent-Gyorgyi). Poiche’ la respirazione produce CO2, gli intermedi metabolici contenenti un minor numero di atomi di carbonio sono successivi a quelli che ne contengono un maggior numero e pertanto l’acido succinico rappresentava uno stadio del percorso metabolico successivo a quello dell’alfa chetoglutarico.

il ciclo di Krebs nel contesto della respirazione cellulare aerobica

il ciclo di Krebs nel contesto della respirazione cellulare aerobica

Mettendo insieme questi dati e quelli riportati nell’introduzione, gli autori furono in grado di proporre la seguente sequenza di intermedi, ordinati per numero di atomi di carbonio, stato di ossidazione e in alcuni casi grazie all’esperimento diretto con enzimi purificati: acido citrico, acido alfa–chetoglutarico, acido succinico, acido fumarico, acido l-malico, acido ossalacetico.
Krebs e Johnson considerarono anche due metaboliti ulteriori noti dell’acido ossalacetico: l’acido piruvico e l’acido acetico, e dimostrarono che questi mancavano dell’azione catalitica sul consumo di ossigeno posseduta dall’acido citrico e da tutti i suoi metaboliti fino all’ossalacetico.  Dunque gli acidi sia piruvico che e acetico non erano in grado di rigenerare l’acido citrico e non appartenevano a questa via metabolica.  C’erano altri metaboliti? Krebs e Johnsono considerarono gli acidi isocitrico, cis-aconitico e l’instabile ossalosuccinico che decarbossilava spontaneamente ad alfa-chetoglutarico, suggeriti da altri autori; questi erano evidentemente intermedi tra citrico e alfa-chetoglutarico.  In che modo l’acido ossalacetico, l’ultimo metabolita che ancora poteva esercitare azione catalitica sulla respirazione rigenerava l’acido citrico? Era evidente che doveva esistere un composto carbonioso, da trasformarsi in CO2, capace di combinarsi con l’acido ossalacetico per formare l’acido citrico. Krebs e Johnson non furono in grado di identificarlo con precisione, ma sapevano che il citrato catalizzava l’ossidazione degli zuccheri fino ai triosi e quindi indicarono questa sostanza come un “trioso”, senza poterne specificare il nome e la formula.

 mitocondrio e sua struttura interna

 

IL CICLO DI KREBS

Il ciclo di Krebs (Tabella 1 e Figura 3) (8,9,10,11) avviene nei  mitocondri  delle cellule eucariotiche e nel citoplasma delle cellule procariotiche.  I catabolismi glucidico e lipidico (attraverso la glicolisi e la α-ossidazione), producono acetil-CoA, un gruppo acetile legato al coenzima A.  L’acetil-CoA costituisce il principale substrato del ciclo.  Il suo ingresso consiste in una condensazione con ossalacetato, a generare citrato.  Al termine del ciclo stesso, i due atomi di carbonio immessi dall’acetil-CoA verranno ossidati in due molecole di CO2, rigenerando nuovamente ossalacetato in grado di condensare con acetil-CoA.  La produzione rilevante dal punto di vista energetico, tuttavia, è quella di una molecola di GTP (immediatamente utilizzata per rigenerare una molecola di ATP), di tre molecole di NADH ed una di FADH2.   I cofattori ridotti (NADH e FADH2), si comportano come intermedi ossido/riduttivi.  Quando ridotti, essi sono in grado di trasportare elettroni ad energia relativamente alta (sottratti ai substrati ossidati ad esempio nella glicolisi o nello stesso ciclo di Krebs) fino alla catena respiratoria mitocondriale.  Presso tale catena, essi vengono riossidati (a NAD+ e FAD) e cedono gli elettroni alla catena stessa, che sarà così in grado di rigenerare molecole di ATP da ADP.

La reazione netta è la seguente:

Acetil-CoA + 3 NAD+ + FAD + ADP + Pi   →
→   CoA + 3 NADH + H+ + FADH2 + ATP + 2 CO2

L’energia che si ricava dalla completa demolizione di una molecola di glucosio attraverso i tre diversi stadi della respirazione cellulare (glicolisi, ciclo di Krebs e catena di trasporto di elettroni), è idealmente di 36 molecole di ATP.   In realtà sono 38 le molecole nette di ATP ad essere prodotte, ma 2 di esse vengono consumate per trasportare (tramite  trasporto attivo) dal citoplasma alla matrice mitocondriale  le 2 molecole di NADH  prodotte nella glicolisi.

fattori chiave del ciclo di Krebs

 

Il ciclo di Krebs è regolato da otto tappe nelle quali si assistono a diversi tipi di reazioni.  Ogni tappa è mediata da almeno un enzima.

1.  Condensazione di Acetil-CoA e ossalacetato.

condensazione acetil-CoA ed ossalacetatoTipo di reazione: Condensazione;
Reagenti: Acetil-CoA, Ossalacetato;
Prodotto: Citrato;
Enzima coinvolto: Citrato sintasi.
La prima reazione del ciclo di Krebs è una condensazione tra ossalacetato ed acetil coenzima A.   L’enzima coinvolto è il citrato sintasi  che trasferisce il gruppo acetilico dal coenzima A all’ossalacetato.  La reazione è fortemente esoergonica e non è reversibile.

2.  Deidratazione-Idratazione del citrato.

deidratazione-idratazione del citratoTipo di reazione: Disidratazione / Idratazione;
Reagente: Citrato;
Prodotto: Isocitrato;
Enzima coinvolto: Aconitasi (12).
Nella seconda reazione il citrato viene disidratato dall’enzima aconitasi.  Si forma un intermedio insaturo chiamato cis-aconiato che, per mezzo dello stesso enzima aconitasi, viene idratato per formare l’isocitrato.

Le tappe del ciclo di Krebs

Fig. 3 – Le tappe del ciclo di Krebs

3.  Decarbossilazione ossidativa dell’isocitrato.

decarbossilazione ossidativa dell'isocitratoTipo di reazione: Deidrogenazione / Decarbossilazione ossidativa;
Reagente:  Isocitrato;
Prodotto: alpha-chetoglutarato, anidride carbonica;
Enzima coinvolto: Isocitrato deidrogenasi (13,14,15,17);
Catalizzatore: Mn++
Nella terza reazione l’isocitrato viene prima deidrogenato ad opera dell’enzima isocitrato deidrogenasi.  A seguito di questo evento si verifica una decarbossilazione dovuta al riarrangiamento interno della molecola e viene a formarsi l’alpha-chetoglutarato.  I protoni strappati dall’isocitrato vengono convogliati verso il NAD ossidato (NAD+)

Meccanismo della decarbossilazione ossidativa dell’isocitrato: nel primo passaggio l’isocitrato deidrogenasi strappa due protoni all’isocitrato trasferendoli al NAD+ (16). Segue un riarrangiamento coadiuvato dal catalizzatore Mn++ che, in quanto elettron-attrattore, veicola verso sé gli elettroni del doppio legame alpha-carbonilico. A questo punto l’ossigeno carbossilico, che ha tre doppietti, cede una coppia di elettroni per formare il doppio legame carbonio-ossigeno. Il carbonio carbossilico legato in gamma, in quanto pentavalente ed ibridizzato sp2 tende a liberarsi degli elettroni coinvolti nel legame i quali si localizzano tra i carboni alpha e beta. A questo punto si forma un doppio legame tra carbonio alpha e beta che attrae un protone, fortissimo elettrofilo, per formare un legame covalente con il carbonio gamma. La molecola così formata e stabile e prende il nome di alpha-chetoglutarato.

4.  Decarbossilazione ossidativa dell’alpha-chetoglutarato.

decarbossilazione ossidativa di alpha-chetoglutaratoTipo di reazione: Deidrogenazione / Decarbossilazione ossidativa;
Reagente: Alpha-chetoglutarato, Coenzima A;
Prodotto:  Succinil-CoA, anidride carbonica, NADH;
Enzima coinvolto: Complesso di deidrogenasi dell’alpha-chetoglutarato.
Nella quarta reazione avviene una decarbossilazione ossidativa preceduta da una deidrogenazione dell’alpha-chetoglutarato operata dal  complesso di deidrogenasi dell’alpha-chetoglutarato. Contemporaneamente alla decarbossilazione una molecola di Coenzima A viene addizionata per formare Succinil-CoA. L’anidride carbonica viene liberata dal sistema.

5.  Fosforilazione a livello del substrato del Succinil-CoA.

fosforilazione a livello del substrato del Succinil-CoATipo di reazione: Fosforilazione a livello del substrato;
Reagente: Succinil-CoA, Fosfato inorganico, GDP;
Prodotto:  Succinato, CoA;
Enzima coinvolto: Succinil-CoA sintetasi.
La quinta reazione avviene al livello del substrato.  L’enzima Succinil-CoA sintetasi toglie dal Succinil-CoA il CoA e coadiuva la formazione di un gruppo carbossilico.  Il Coenzima A viene reso disponibile e la molecola di GTP è immediatamente disponibile per la sintesi di ATP a partire da ADP.
Meccanismo di sintesi del succinato: l’enzima Succinil-CoA sintetasi nel residuo di Istidina è capace di catturare il fosfato inorganico e veicolarslo verso il CoA legato al Succinile.  A questo punto avviene una prima sostituzione e si forma un intermedio fosfosuccinico ad alta energia. L’enzima stesso catalizza il trasferimento del gruppo fosforico dal succinilfosfato al GDP formando GTP.  Dopo questa reazione l’enzima è libero e viene rilasciato, proprio come viene rilasciato il GTP appena formato assieme al succinato.

 6. Deidrogenazione del Succinato.

deidrogenazione del succinatoTipo di reazione: Deidrogenazione reversibile;
Reagente: Succinato, FAD;
Prodotto: Fumarato, FADH2;
Enzima coinvolto: Succinato deidrogenasi.
Nella sesta reazione il succinato viene ossidato a fumarato.  Interviene l’enzima succinato deidrogenasi che strappa dal succinato due protoni trasferendoli al FAD che diventa FADH2.  Il fumarato viene, dunque, sintetizzato. La reazione è modestamente esoergonica per cui è reversibile.

7. Idratazione del fumarato.

idratazione del fumaratoTipo di reazione: Idratazione, reversibile;
Reagente: Fumarato, acqua;
Prodotto: L-Malato
Enzima coinvolto: Fumarato idratasi (18).
La settima reazione vede la sintesi dell’ L-Malato a partire dal fumarato.  L’enzima fumarato idratasi addizione al doppio legame acqua per formare la molecola di L-Malato.  La reazione è modestamente esoergonica per cui è reversibile.

 8. Deidrogenazione del L-Malato.

deidrogenazione del L-malatoTipo di reazione: Deidrogenazione;
Reagente: Malato, NAD+ ;
Prodotto: Ossalacetato;
Enzima coinvolto: Malato deidrogenasi (19).
L’ottava tappa vede la deidrogenazione del malato per formare ossalacetato.  Gli idrogeni strappati vengono trasferiti, mediante l’aiuto fornito dall’enzima malato deidrogenasi, al NAD+ che diventa NADH.   A questo punto l’ossalacetato può ripartire dalla tappa numero uno con la condensazione del Coenzima A.   La reazione è modestamente esoergonica per cui può essere considerata reversibile.

 

BILANCIO ENERGETICO GLOBALE

Il ciclo di Krebs di per se’ non produce energia liberamente utilizzabile, se non nella reazione tra Succinil-CoA e Succinato dove si assiste alla formazione di GTP facilmente scambiabile in ATP. Il ciclo, però, fornisce due tipi di cofattori ridotti capaci di trasportare elettroni ad alta energia ovvero il NADH ed il FADH2 che possono essere agilmente utilizzati nella catena respiratoria. Tenendo conto che per ogni molecola di NADH e FADH2, possono essere sintetizzate circa 2,5 molecole di ATP e che una molecola di ATP è facilmente sintetizzabile da GTP nel ciclo di Krebs vengono formate un numero di molecole sufficienti per sintetizzare ben 11 molecole di ATP.

 

 

INTERAZIONI TRA CICLO DI KREBS ED ALTRE VIE METABOLICHE

Il ciclo di Krebs tra le vie cataboliche di glucidi, lipidi e proteine

Fig. 4 – Il ciclo di Krebs tra le vie cataboliche di glucidi, lipidi e proteine

Il ciclo di Krebs occupa una posizione centrale nel  metabolismo dei viventi, ricoprendo un ruolo chiave soprattutto nelle vie cataboliche (Figura 4).  Il ciclo di Krebs è infatti il 2° stadio del catabolismo dei  carboidrati.  La glicolisi degrada il glucosio (ed altre molecole a sei atomi di carbonio) in piruvato (un α-chetoacido contenente tre atomi di carbonio).  Negli eucarioti il piruvato viene trasferito dal citoplasma (sede della glicolisi) nei mitocondri dove perde un atomo di carbonio e viene convertito in acetil-CoA dalla piruvato deidrogenasi (decarbossilazione ossidativa del piruvato).  All’interno del mitocondrio, l’acetil-CoA può entrare nel ciclo di Krebs, come precedentemente descritto.
Per quanto riguarda le  proteine, esse vengono degradate con meccanismi detti di  proteolisi  attraverso enzimi  detti  proteasi, che le  spezzettano  nei costituenti fondamentali: gli amminoacidi.  Alcuni amminoacidi possono costituire una fonte di energia, poiché sono convertibili in alcuni intermedi del ciclo stesso (ad esempio  aspartato, valina ed  isoleucina).  Altri, convertibili in molecole glucidiche, possono entrare nel ciclo passando per le vie cataboliche tipiche dei glucidi (ad esempio l’alanina, convertibile in  piruvato).  Nel catabolismo lipidico, i trigliceridi sono idrolizzati da enzimi detti  lipasi  per formare acidi grassi e glicerolo.  Negli organismi superiori, il glicerolo può entrare nella glicolisi a livello epatico o essere trasformato in glucosio attraverso il diidrossiacetone fosfato e la gliceraldeide-3-fosfato seguendo la via metabolica della gluconeogenesi.
In molti tessuti, specialmente nel cuore, gli acidi grassi sono degradati attraverso un processo noto come beta-ossidazione, che produce acetil-CoA, a sua volta internalizzato nel ciclo di Krebs.  La beta-ossidazione può anche generare propionil-CoA, che a sua volta può essere reimmesso nella via gluconeogenetica epatica a generare glucosio.

Riduzione ed ossidazione del cofattore NAD+/NADH

Riduzione ed ossidazione del cofattore NAD+/NADH

Il ciclo di Krebs è sempre seguito dalla fosforilazione ossidativa, una catena di trasporto di elettroni.   L’una non avrebbe senso senza l’altra in quanto l’ATP e il GTP quest’ultimo prodotto dal ciclo è scarso e la produzione di NADH e FADH2  porterebbe ad un ambiente mitocondriale eccessivamente ridotto, mentre la sola catena respiratoria necessiterebbe di una fonte di cofattori ridotti pena l’ossidazione dell’ambiente.  Questa respirazione cellulare  estrae energia da NADH e FADH2, ricreando NAD+ e FAD, permettendo in tal modo al ciclo di continuare.  Il ciclo di Krebs non usa ossigeno, che è invece utilizzato nella fosforilazione ossidativa.

Gli intermedi del ciclo di Krebs sono implicati in numerosi altre vie metabolici.
Di seguito, vengono elencati in modo sommario le vie metaboliche in cui vengono coinvolti i metaboliti del ciclo.

Acetil CoA:
beta ossidazione;
biosintesi degli acidi grassi;
degradazione della lisina;
degradazione di valina ed isoleucina;
metabolismo della fenilalanina.

α-chetoglutarato:
biosintesi della lisina;
metabolismo dell’acido ascorbico;
metabolismo del glutammato.

Succinil CoA:
metabolismo del propanoato;
sintesi delle porfirine;
degradazione di leucina ed isoleucina;
metabolismo della fenilalanina.

Succinato:
metabolismo del butanoato;
metabolismo della tirosina.

Fumarato:
ciclo dell’urea;
metabolismo dell’arginina e della prolina;
metabolismo della tirosina.

Ossalacetato:
metabolismo del gliossilato;
metabolismo del glutammato e dell’aspartato;
gluconeogenesi.

 

Bibliografia

1)  Borrell. B,  (1937). Nature rejects Krebs’s paper . The Scientist 24 (3), 88.

2) Krebs, H. A., and Johnson, W. A. (1937) . The role of citric acid in intermediate metabolism in animal tissues . Enzymologia 4, 148-156

3) Usher, J. Remington, P. Martin, G. Drueckhammer, (1994). A very short hydrogen bond provides only moderate stabilization of an enzyme-inhibitor complex of citrate synthase. Biochemistry 33, S. 7753-7759.

4) Lauble H., Stout C.D. (1995) . Steric and conformational features of the aconitase mechanism . Proteins 22, S. 1-11.

5)  Fraser, M.E., James, M.N., Bridger, W.A., Wolodko, W.T. (2000) Phosphorylated and dephosphorylated structures of pig heart, GTP-specific succinyl-CoA synthetase. J. Mol.Biol. 299, 1325-1339.

6) Yankovskaya V. ,Horsefield R. , Tornroth S., Luna-Chavez C. ,Miyoshi H., et al. (2003) . Architecture of succinate dehydrogenase and reactive oxygen species generation . Science 299, S. 700-704.

7) Weaver T. , Lees, M., Zaitsev, V., Zaitseva, I., Duke, E., et al. (1998) . Cryst€al structures of native and recombinant yeast fumarase . J.Mol.Biol. v 280 pp.431-442.

8) Donald V. , Voet J. G. e Pratt C. W., (2001) . Fondamenti di biochimica, Bologna, Zanichelli.

9) Nelson D.L. e Cox M.(2002) Principi di biochimica, Bologna, Zanichelli.

10) Berg J. M., Tymoczko J. L. e Stryer L. (2003) .Biochimica, Bologna, Zanichelli.

11) Garret R.H. , Grisham C.M. (2004) . Principi di Biochimica Padova, Ed. PICCIN.

12) Lauble, H., Kennedy, M.C., Beinert, H. and Stout, C.D. (1994) . Crystal structures of aconitase with trans-aconitate and nitrocitrate bound. J. Mol. Biol. 237, 437–451. 

13) Hathaway, J.A. and Atkinson, D.E. (1963). The effect of adenylic acid on yeast nicotinamide adenine dinucleotide isocitrate dehydrogenase, a possible metabolic control mechanism .J. Biol. Chem. 238, 2875–2881. 

14) Kornberg, A. and Pricer, W.E. (1951)  Di- and triphosphopyridine nucleotide isocitric dehydrogenase in yeast . J. Biol. Chem. 189 , 123–136. 

15) Plaut, G.W.E. and Sung, S.-C. (1954) . Diphosphopyridine nucleotide isocitric dehydrogenase from animal tissues . J. Biol. Chem. 207, 305–314. 

16) Vickery, H.B. (1962) . A suggested new nomenclature for the isomers of isocitric acid. J. Biol. Chem. 237, 1739–1741. 

17) Kim, Y.O., Koh, H.J., Kim, S.H., Jo, S.H., Huh, J.W., Jeong, et al. (1999) .  Identification and functional characterization of a novel, tissue-specific NAD+-dependent isocitrate dehydrogenase β subunit isoform. J. Biol. Chem. 274 , 36866–36875. 

18) Kanarek, L. and Hill, R.L. (1964). The preparation and characterization of fumarase from swine heart muscle.  J. Biol. Chem. 239 , 4202–4206. 

19) Guha, A., Englard, S. and Listowsky, I. (1968) . Beef heart malic dehydrogenases.” VII. Reactivity of sulfhydryl groups and conformation of the supernatant enzyme. J. Biol. Chem. 243 , 609–615. 

 

Lascia un commento

Il tuo indirizzo email non sarà pubblicato. I campi obbligatori sono contrassegnati *

Sostieni la divulgazione della Chimica
Il tuo libero contributo sarà interamente devoluto alle attività di divulgazione della Chimica.
zona1




CONDIVIDI QUESTO ARTICOLO
RICHIEDI LA NEWSLETTER
Una mail settimanale con gli aggiornamenti delle pubblicazioni, le attività dell'Associazione e le novità del mondo della divulgazione chimica
SEGUI CHIMICARE ANCHE SU FACEBOOK
segui chimicare anche su facebook
ARTICOLI RECENTI
ARCHIVIO ARTICOLI PER MESE
SEGUI CHIMICARE ANCHE SU TWITTER
Non solo gli aggiornamenti degli articoli pubblicati sui nostri blog e le novità del Carnevale della Chimica, ma anche le segnalazioni dei migliori interventi di divulgazione chimica in lingua italiana nel web.